Abstract
Background: Moringa
oleifera (Moringaceae) is a highly praised plant
that has spread in many tropical and subtropical countries. It has an
impressive variety of medicinal uses with a high medicinal value. Aim.
To evaluate the in vitro anti-microbial activity of aqueous and
hydro-alcoholic extracts of Moringa oleifera Lam. cultivated in Cuba. Methods:
The MTT method was used to evaluate in vitro cytotoxicity and antiviral
activity of different concentrations of the extracts from dry leaves of Moringa
oleifera against Type 1 Herpes Simplex Virus (HSV-1), and type 2 Herpes
Simplex Virus (HSV-2). The determinations were made by microdilution,
antimicrobial activity against the reference bacterial strains, and clinical
isolates, then the minimum inhibitory concentration was calculated (MIC). Results: The hydroalcoholic extract showed
toxicity at the 125 μg/ml concentration, whereas
the aqueous extract stopped being toxic at 500 μg/ml
in the Vero cells within the range of the concentrations evaluated. None
of the extracts inhibited the in vitro replication of the HSV-1 and
HSV-2 viruses, but they showed a powerful activity against the bacterial strains and
yeast assayed at different
levels. Conclusions: The
extracts did not show in vitro antiviral activity against HSV-1
and HSV-2 in Vero cells, whereas the antibacterial
activity was strong, suggesting that the leaves of Moringa oleifera might be a good
candidate for an antibacterial agent from natural products against the
different pathogens.
Keywords:
Antimicrobial activity, antiviral, herpes simplex, Moringa oleifera Lam.
(Source: NAL-USDA)
INTRODUCCIÓN
La proliferación de
enfermedades causada por microorganismos patógenos es una preocupación
generalizada, que constituye un factor de riesgo para la salud. La
resistencia a los antibióticos y los antivirales es uno de los temas más
importantes en salud pública a nivel mundial. La utilización de sustancias naturales en el
tratamiento de diferentes enfermedades, incluidas las de etiología infecciosa,
constituye en la actualidad un desafío en la medicina y se ofrece como una
alternativa (Domingo, 2003).
Moringa oleifera es
la especie más importante y cultivada de la familia Moringaceae
y del género Moringa (Alegbeleye, 2018).
Sus hojas son el principal punto de interés de esta planta, ya que las hojas
secas conservan una cantidad notable de macro y micronutrientes. Es conocida mundialmente
como el árbol de la vida o la planta milagrosa por sus diversos usos y
aplicaciones, destacando principalmente en la medicina y nutrición. Esta planta
posee innumerables propiedades nutritivas y terapéuticas de la cual se puede
aprovechar todas sus partes (semillas, raíz, hojas, flores, vainas y frutos).
Varios estudios demuestran las propiedades medicinales de la Moringa como
antioxidante, en enfermedades respiratorias, cardiovasculares,
gastrointestinales, endocrinas, en el sistema nervioso central, cáncer, en el
sistema inmunológico, antiviral y como antibacteriano (Jung, 2014).
Existen reportes en la
literatura de numerosas investigaciones que están encaminadas a la búsqueda de
nuevos compuestos con actividades biológicas a partir de fuentes naturales,
mientras otras están destinadas a verificar las propiedades que se les
atribuyen (Miranda y Cúellar, 2001). Teniendo en cuenta las potencialidades de Moringa oleifera,
el objetivo del presente trabajo
consistió en evaluar la actividad
antimicrobiana de diferentes extractos de hojas secas de Moringa oleifera Lam. cultivada en Cuba.
MATERIALES Y MÉTODOS
Material vegetal
El
material vegetal correspondió a las hojas de Moringa oleifera Lam cosechadas en la
finca “Futuro Lechero”, en terrenos destinados a el cultivo con fines
farmacéuticos en Cuba. Posteriormente las hojas fueron lavadas con agua
potable, secadas en horno solar a temperatura de 45 -50 °C y molinadas. Se
almacenaron en bolsas de nylon de polietileno a temperatura ambiente, en un
lugar fresco, protegido de la luz hasta su análisis.
Preparación de los extractos
A partir de
las hojas secas de Moringa oleifera se prepararon extractos acuosos y etanólicos al 70% (V/V), según la metodología descrita por
Miranda y Cúellar (2001). La extracción hidroalcohólica (etanol/agua) se
realizó por el método de maceración a una proporción de 1/10, durante 6 días,
con cambio del solvente al 3er día, a temperatura entre 25 y 28 ºC. La extracción acuosa fue preparada por maceración a una
temperatura menor de 50 oC.
Cultivos celulares
Se
utilizó como sustrato celular la línea celular Vero (riñón de mono verde africano) procedente de la American Type
Culture Collection (ATCC), crecida en medio 199
(ICN, FLOW), suplementado con 10% de Suero Bovino Fetal Inactivado (SFBI,
HYCLONE) y 1 mg/ml de sulfato de neomicina (SIGMA).
Virus
Los
virus empleados fueron: cepa de referencia 8 WC del virus Herpes simple tipo 1
(HSV-1), proveniente del Instituto Carlos III de Madrid y la cepa MS del virus
Herpes simple tipo 2 (HSV-2), procedente del Instituto Pasteur. Los virus se
inocularon en frascos de 25 cm3 con monocapa confluente de células Vero, a una multiplicidad de infección (m.d.i.) de 0.1, y se incubaron durante una hora para
permitir la adsorción; pasado el tiempo de incubación, se añadió medio 199, con
SFBI al 2% y fueron incubados a 37 ºC nuevamente. Las
cosechas fueron realizadas cuando el 70% de la monocapa mostró Efecto
Citopático (ECP) característico. Se empleó Aciclovir como control positivo,
como control celular (células sin tratar) y el control de los virus.
Titulación de los virus
Las
cepas virus se titularon mediante el ensayo de punto final 50 %, el resultado
se expresó como dosis infectiva media en cultivo celular por mililitro
(DICT50.mL-1). El cálculo del título infectivo se realizó según el
procedimiento planteado por Reed y Muench (1938).
Ensayo de citotoxicidad
La
determinación de citotoxicidad se realizó mediante el ensayo de reducción del
bromuro de 3-(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difenil-2H-tetrazolio (MTT). Se
emplearon placas de 96 pozos de fondo plano con monocapa confluente de células Vero, sembradas 48 horas antes. El rango
de concentraciones evaluadas fue de 62.5 a 1000 µg/ml (siete réplicas por
concentración), las placas se incubaron a 37 ºC, en atmósfera con 5% de CO2.
Se realizó la observación diaria al microscopio invertido, con el objetivo de
apreciar cambios morfológicos que indicaran toxicidad. A las 72 horas se añadió
a cada pocillo 10 µl de MTT 5 000 µg/ml, disuelto en solución salina tamponada
con fosfato (SSTF) (0.01 mol/l; pH 7). Se agitó levemente y se incubó durante 4
horas a la temperatura de crecimiento de la línea celular, protegido de la
exposición a la luz. Posteriormente se eliminó cuidadosamente todo el contenido
de la placa y se disolvieron los cristales de formazán
con 100 µl de DMSO por pocillo. La absorbancia se midió a 540 nm en un lector
de ELISA (Organon Teknika
Reader 530).
El
porcentaje de viabilidad celular asociado a cada concentración del extracto se
calculó dividiendo el valor medio de la absorbancia de los cultivos tratados
con dicha concentración, entre el valor medio de absorbancia de los controles
de células (sin tratar), los cuales se consideraron el 100% de viabilidad
celular. Se determinó el valor de la Concentración Citotóxica media (CC50)
mediante regresión lineal, a partir de la ecuación de la línea de tendencia de
la curva dosis-respuesta, obtenida al graficar (concentración del
extracto-porcentaje de viabilidad celular).
Método del MTT (Mosmann, 1983; Freshney, 1994)
Se
añadieron 20 µl de MTT por pozo, diluido en solución salina tamponada de
fosfato (SSTF) 0.1 M pH 7, a una concentración de 5 mg/ml y se incubaron
durante tres horas a 37 ºC, en atmósfera de CO2
al 5%. Transcurrido el tiempo de incubación se eliminó el medio de los pozos y
se añadieron 100 µl de dimetilsulfóxido (DMSO) (BDH); las placas se agitaron en
un agitador KS 500 a 300 r.p.m., durante 10 minutos. Se leyó a 540 nm en lector
de ELISA (Organon Teknika
Reader 530).
Estudio de la actividad antiviral
Determinación de la concentración
efectiva media antiviral (CE50).
El
ensayo de CE50 se realizó en placas de 96 pozos de fondo plano
sembradas con monocapa confluente de células Vero, a razón de 2x105 células/ml, a las que se le
añadieron 50 µl por pozo de las diferentes concentraciones de cada una de las
fracciones (cuatro réplicas por concentración). Se incubaron durante 1 h a 37 ºC, en atmósfera de CO2 al 5%. Concluido el
tiempo de incubación, se infectaron los pozos con 50 µl de 100 Dosis Infecciosa
en Cultivo de Células (DICC50) de los virus. Las placas se incubaron
nuevamente a 37 ºC, en atmósfera de CO2 al
5%, hasta la aparición del ECP en todos los pozos controles de virus sin
tratar. Como control positivo se utilizó el Aciclovir. Se aplicó el método
colorimétrico del MTT para determinar la viabilidad celular. El experimento se
realizó por triplicado.
Evaluación de la actividad antimicrobiana
Cepas bacterianas
Se utilizaron cepas de referencia: Escherichia coli (ATCC10536),
Staphylococcus aureus (ATCC
6538), Candida albicans
(ATCC 10231) Pseudomonas aeruginosa (ATCC9027),
Salmonella thyphi (ATCC9992), recomendadas por el
Comité Nacional de Laboratorio Clínico Estándar (NCCLS por sus
siglas en inglés) para
estudio de sensibilidad antimicrobiana (NCCLS, 2000) y microorganismos
aislados a partir de muestras clínicas: Staphylococcus
aureus (3cepas), Acinetobacter iwoffii
(2
cepas), Enterobacter agglomerons (1 cepa), Pseudomonas aeruginosa (1
cepa), Escherichia coli (2
cepas) procedentes del Hospital Pediátrico ¨Juan Márquez¨ en La
Habana.
Determinación de la Concentración Mínima
Inhibitoria (CMI)
La actividad
antimicrobiana se determinó por el método de microdilución
según el NCCLS (NCCLS, 2000) para determinar la
Concentración Mínima Inhibitoria (CMI). Se prepararon inóculos de las
cepas microbianas ajustadas a 0.5 de la escala de Mc. Farland,
a partir de crecimiento bacteriano en placas con Agar Triptona
Soja y de levaduras en medio Sabouraud e incubadas a 37 ºC,
durante 18-24 horas. Se realizaron diluciones dobles de los extractos, desde 100 mg/ml hasta
0.78 mg/ml. Se determinó la CMI como la concentración más baja del extracto
capaz de inhibir el crecimiento bacteriano y levaduriforme, Se empleó como
control negativo la incubación con solución de etanol al 70%(v/v).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Ensayo de citotoxicidad y actividad antiviral
La exposición de las células Vero a los extractos mostró que el
extracto acuoso a la concentración de 500 μg/ml no evidenció efecto tóxico
sobre las células, mientras que el extracto hidroalcohólico no expresó
toxicidad a partir de la concentración de 125 μg/ml, presentando una
viabilidad celular de 80%, en ambos extractos. A partir de estos valores la
viabilidad celular disminuyó en la medida que aumentó la concentración de los
extractos. La observación microscópica de los cultivos evidenció un daño
característico provocado por los extractos, como la producción de gránulos en el
citoplasma y la alteración en la morfología de las células, que aumentó en la
medida que aumentaba la concentración. Por lo que los extractos, a bajas
concentraciones no produjeron toxicidad.
Conocido el comportamiento
tóxico de las fracciones sobre las células, se procedió a determinar la posible
actividad antiviral frente a HSV-1 y HSV-2. Las concentraciones de los
extractos utilizadas fueron aquellas que no mostraron actividad citotóxica y
que se correspondieron con una viabilidad celular superior al 50%.
Los resultados de los ensayos
primarios de actividad antiviral “in vitro” avalaron que ninguno de los
extractos inhibió la multiplicación de las cepas de los virus del Herpes simple
ensayadas.
Actividad antimicrobiana
La actividad antimicrobiana de los extractos
frente a los patógenos probados se observa en la tabla 1.
El extracto hidroalcohólico al 70 % obtuvo mayor actividad en
comparación al extracto acuoso, tanto frente a las cepas bacterianas como
levadura en las diferentes
concentraciones, inhibiendo el 100 % de las cepas evaluadas,
alcanzando los mejores valores de CML (3,13 mg/g) frente
a las cepas de Vibrio cholerae (ATTC7258), Salmonella
typhi
(ATCC9992), Acinetobacter iwoffii (1 cepa de aislamiento clínico), Staphylococcus aureus de Referencia (ATCC6538) y las 3
cepas de aislamientos clínicos, mientras
que el extracto acuoso inhibió
el 46,66 % de
las cepas estudiadas: Salmonella typhi (ATCC9992),
Candida albicans
(ATCC 10231), Staphylococcus aureus
(ATCC6538) y 3 las cepas de aislamientos clínico. La actividad disminuyó con el
decrecimiento de las concentraciones.
Tabla 1. Actividad antimicrobiana de los
extractos de Moringa oleifera Lam.
|
Microrganismos
|
Extractos (CMI)
|
|
Acuoso
|
Hidroalcohólico
|
|
Escherichia coli (ATCC 10536)
|
N
|
12.55
|
|
Pseudomonas
aeruginosa (ATCC9027)
|
N
|
12.55
|
|
Vibrio cholerae (ATCC 7258)
|
N
|
3.13
|
|
Candida albicans (ATCC 10231)
|
11,1
|
3.13
|
|
Salmonella tiphi (ATCC9992)
|
11,1
|
3,13
|
|
Staphylococcus aureus (ATCC6538)
|
11,1
|
3,13
|
|
Staphylococcus aureus (ac)
|
11,1
|
3.13
|
|
Staphylococcus aureus (ac)
|
11,1
|
3.13
|
|
Staphylococcus aureus (ac)
|
11,1
|
3.13
|
|
Acinetobacter iwoffii (ac)
|
N
|
3.13
|
|
Acinetobacter iwoffii (ac)
|
N
|
12.55
|
|
Enterobacter agglomerons (ac)
|
N
|
12.55
|
|
Pseudomonas aeruginosa (ac)
|
N
|
12 55
|
|
Escherichia coli (ac)
|
N
|
12.55
|
|
Escherichia coli (ac)
|
N
|
12.55
|
Leyenda: N negativo.
Actividad
citotóxica y antiviral
Para
el desarrollo de este ensayo se utilizó el método colorimétrico del MTT, cuya
utilidad en la evaluación de la citotoxicidad y la proliferación celular ha
sido ampliamente reconocida. En ambos extractos se demostró que altas
concentraciones producen toxicidad sobre los cultivos celulares, lo que pudiera
deberse a la presencia de los fitoconstituyentes
citotóxicos en estos. Los resultados están en concordancia con otros estudios
de citotoxicidad de extractos de hojas de Moringa
oleifera que reflejaron variabilidad en los
resultados, coincidiendo que a bajas concentraciones no se detecta toxicidad en
las células. En Tailandia en un estudio con extractos etanólicos
y acuosos de Moringa oleifera
mostraron citotoxicidad a concentraciones por encima de100 µg/ml en células
de cáncer. (Saetung et al.,
2005). La citotoxicidad de extractos
acuosos de hojas de Moringa oleifera sobre células Hela causaron una alta mortalidad de las células a partir de100
µg/ml (Nair y Varalakshmi,
2011).
Ensayos
a extractos metanólicos de A. indica y M. oleifera indicaron que inhibieron el 50% de la viabilidad celular (CC50),
a una concentración de 70 µg /ml, igualmente no mostraron ninguna citotoxicidad
contra la línea celular de MDCK, en concentraciones bajas (Arévalo-Híjar et al., 2018). Jumba
et al. (2015), evaluaron la
citotoxicidad del extracto metanólico M. oleifera frente
a la línea celular Vero-E6 y determinaron una CC50 de 149 µg/ml.
Estudios
de Moringa oleifera
empleando un cultivo primario de leucocitos de S. aurata HK, tanto los extractos acuosos
como etanólicos mantuvieron la viabilidad durante 24
h de incubación, excepto cuando se utilizó una alta concentración del extracto
acuoso (Othmen et al., 2020). Rahaman et al. (2015) ensayó el
efecto de extractos acuosos de hojas y semillas de Moringa oleifera sobre células MCF-7 y
comprobó que la viabilidad celular disminuyó de la misma forma que el fármaco
utilizado para este propósito.
Actividad antiviral
Las
concentraciones de los extractos utilizadas fueron aquellas que no mostraron
actividad citotóxica significativa y que se correspondieron con una viabilidad
celular superior al 50%.
Los
resultados de los ensayos primarios de actividad antiviral “in vitro” avalaron
que ninguno de los extractos inhibió la multiplicación de los virus del Herpes
simple en las células Vero. En este sentido es posible que la ausencia de
actividad esté relacionada a las características de los receptores celulares
que median en el proceso infeccioso en las células Vero, así, hay una susceptibilidad diferencial en los distintos
tipos de líneas celulares. Aunque la actividad contra estos virus se ha
reportado principalmente en ensayos in
vivo, retrasando el desarrollo de
lesiones herpéticas cutáneas, prolongando los tiempos medios de supervivencia y
reduciendo la mortalidad de ratones infectados con Herpes simple.
Diversos
trabajos refieren actividad de diferentes partes de la planta Moringa con actividad contra el Herpes,
en ensayos “in vivo”, donde
demuestran que retardan la progresión de las lesiones producidas por estos
virus. Lipipuna et al. (2003), evaluando extractos provenientes de diferentes
plantas, entre estas, Moringa,
encontró que la administración a ratones de extractos de hojas de Moringa por peso, retardó la progresión
de las lesiones, prolongaron el tiempo de supervivencia y redujeron la
mortalidad después de haber sido infectados
los ratones con HSV-1 y que el efecto protector de Moringa oleifera en lo ratones no se relacionó con un efecto
antiviral directo, sino que pudo resultar en parte de una actividad inmunomoduladora o una mayor biodisponibilidad de Moringa oleifera y que por tanto, este extracto podría contener
los compuestos activos que serían
eficaces en el tratamiento de la infección cutánea por HSV-1.
Kurokawa et
al. (2016) utilizando como modelo de infección el
HSV-1 en ratones, suministrando dosis de 300 mg/kg de extractos acuosos de
hojas de Moringa oleifera
Lam. limitó el desarrollo de lesiones herpéticas y redujo el título del
virus en el cerebro, indujo la producción de interferón por lo que los
extractos tuvieron un efecto inductor en la inmunidad celular. En el ensayo “in
vitro” en células Vero con extractos
alcohólicos y acuosos encontró actividad contra el HSV-1, a una CE50 de
100 μg/ml, mientras que el extracto acuoso no tuvo actividad “in vitro”,
refiriendo que posiblemente los componentes con actividad en este extracto
hayan sido eliminados durante el proceso de extracción.
En este estudio los extractos de Moringa oleifera no neutralizaron las
cepas de virus Herpes estudiadas. Sin embargo, se necesitan más investigaciones
en esta área para indagar su potencial contra los virus del Herpes simple,
ensayando en diferentes líneas celulares, así como con otros virus donde se ha
reportado que extractos de las hojas de M. oleifera tienen buen efecto
inhibitorio como: Herpes zoster, Virus de Inmunodeficiencia Humana (HIV),
Hepatitis B entre otros (Abd rani,
2018; Mattar, 2019).
Actividad antibacteriana
Diversas
investigaciones señalan las propiedades de la planta Moringa oleifera a través de estudios
experimentales utilizando diversos tipos de extractos (Franco-Ospina et al., 2013). En el presente trabajo se
evaluó la actividad de extractos hidroalcohólico y acuoso provenientes de Moringa oleifera Lam
frente a patógenos causantes de bacteriemias.
Ambos
extractos resultaron activos contra el género Staphylococcus, evidenciándose una mejor respuesta con el
extracto hidroalcohólico respecto al acuoso. El extracto hidroalcohólico
presentó actividad contra todas las cepas ensayadas mientras que el acuoso solo
inhibió seis de las cepas. Esta actividad antimicrobiana confirma que los fitoquímicos
presentes en las hojas de Moringa oleifera le atribuyen estas propiedades. Estos
resultados corroboran lo reportado por Vivian et al. (2021) que encontraron presencia de altas concentraciones de polifenoles y flavoniodes en las hojas de diferentes
ecotipos de Moringa
oleifera cultivada en Cuba, demostrando que estos compuestos contribuyen a
la inhibición del crecimiento microbiano por diversos mecanismos. Akinpelu (2001) planteó que dentro de los compuestos
secundarios están comprendidos los principios activos, los que poseen
propiedades antibacterianas, antifúngicas, antivirales, antitumorales, analgésicas,
antiinflamatorias, hipotensoras e inmunoestimulantes.
La variación de la
actividad antibacteriana de los extractos frente a las diferentes cepas pudiera
deberse al grado de polaridad y solubilidad relacionada con los solventes en la
captación de los metabolitos activos con acción directa sobre la pared celular
de los patógenos (Seleshe y Kang, 2019). El etanol
tiende a arrastrar mayor cantidad de compuestos polares como fenoles, taninos,
flavonoides y otros metabolitos. Se ha reportado que estos compuestos poseen
actividad antimicrobiana, debido a que inhiben la formación de la pared celular
y la síntesis de ADN o ARN e impiden el crecimiento bacteriano
ya que actúan en la inhibición de enzimas por los compuestos oxidados
posiblemente mediante reacciones del grupo sulfihidrilo
o por interacciones no especificas con proteínas (Domingo, 2003). Además, las mezclas
hidroalcohólicas favorecen una mejor solubilidad de los componentes activos
responsables de la actividad bactericida y aumentan la permeabilidad de la
pared celular (Sahin y Samli, 2013). Así el extracto hidroalcohólico presentó mayor actividad
antimicrobiana, que alcanzó los mejores valores de CMI (3,13 mg/g) comparado
con el acuoso lo cual pudiera deberse a la elevada concentración
de metabolitos presentes en los extractos hidroalcohólicos
La menor
actividad del extracto acuoso puede atribuirse a que el agua extrae otros
metabolitos que pueden interactuar antagónicamente en esta actividad y probablemente necesite
altas concentraciones para tener mejor efecto antibacteriano. Martin
(1998) reportó que los extractos acuosos presentan poca actividad
antimicrobiana y que los principios activos de las plantas no son fácilmente
extraídos con agua.
Rahman (2009) estudió la actividad antibacteriana de extractos acuosos y etanólicos de las hojas de Moringa oleifera "in
vitro", en el que ambos extractos mostraron actividad antimicrobiana
frente a bacterias Gram [-] y Gram [+], presentando el extracto etanólico mayor actividad que el
acuoso.
La especie S.
aureus es una especie patógena capaz de provocar
la aparición de numerosas infecciones en la piel, que pueden incluso tornarse
muy complicadas de eliminar. La actividad biológica de los extractos etanólicos y acuosos de Moringa
inhibió el crecimiento de las distintas cepas de S. aureus.
Los valores de CMI frente a las cepas de S. aureus
concuerdan con el estudio de Benavides (2019) que demostró la actividad antibacteriana
contra S. aureus
en extractos de hojas de Moringa.
La
actividad antibacteriana del extracto hidroalcohólico fue mayor contra especies
de S. aureus
que contra E. coli.,
siendo los organismos Gram [+] ligeramente
más sensibles que los Gram []. Estudios similares
realizados por Bukar et al. (2010), reportaron que extractos etanólicos
de las hojas de Moringa oleifera fueron sensibles a S. aureus y a E. coli
a concentraciones de 200 mg/ml. El hecho de
encontrar una mayor efectividad frente a bacterias Gram [+] que en las Gram [-] puede estar relacionada con la estructura de la pared celular. Las
bacterias Gram [+] poseen una pared
celular interna y una pared de peptidoglucano mientras que las bacterias Gram
[-] poseen una pared celular de mayor
complejidad con una pared celular interna, la pared de peptidoglucano y una
bicapa lipídica externa o membrana externa que forma un saco rígido alrededor
de la bacteria, lo que constituye una barrera impermeable a macromoléculas y le
ofrece protección en condiciones adversas, actúan como una barrera a un gran número de sustancias incluyendo los
antibióticos (Ali et al., 2001).
Esto podría también explicar por qué las plantas medicinales tienden a ser más
efectivas contra cultivos de bacterias Gram [+] que Gram [-].
El estudio
además reveló actividad antibacteriana de los extractos frente a las cepas de bacterias
de Salmonella tiphi y Candida albicans. Doughari y Pukuma (2007)
reportaron similares resultados empleando la técnica de difusión en placa, con
un halo de inhibición de 8 mm. (Manikandan, 2016) en un estudio con
extractos de Moringa en varios solventes
orgánicos a diferentes concentraciones frente a bacterias Gram [+] y Gram [-]
observó que la mayoría de los extractos inhibieron ambos organismos.
La
eficiencia de extractos de Moringa oleifera como agente antibacteriano parece ser debido a
algunos componentes activos que contienen, los cuales podrían trabajar juntos
en sinergismo como antagonistas del crecimiento y viabilidad celular. Estos
compuestos responsables de la actividad pueden fácilmente pasar a través de la
membrana celular debido a la presencia de los grupos etílicos los cuales
inhiben las enzimas esenciales de la membrana celular y la síntesis de
peptidoglucano, también pueden generar radicales libres cargados negativamente
que pueden desorganizar o romper la membrana celular. Asimismo, algunos compuestos solubles presentes en Moringa oleifera pueden dañar la membrana
celular afectando la permeabilidad celular, el crecimiento y supervivencia
bacteriana (Wang et al.,
2016).
CONCLUSIONES
La
búsqueda constante de nuevas sustancias antimicrobianas que permitan ofrecer
alternativas fitoterapéuticas contra cepas multiresistentes de microorganismos basados
en las actividades biológicas de la base científica proporciona
el sistema para su uso en los servicios de salud. Los resultados del estudio
sugirieron que los extractos acuosos y etanólicos de
hojas secas de M. oleifera
de forma general presentan un potencial de compuestos que le atribuyen
propiedades antimicrobianas prometedoras con efectos inhibidores frente a
especies patógenas tanto Gram [+] como Gram [-], lo cual podría contribuir al
tratamiento de enfermedades infecciosas provocadas por estos microorganismos.
Estos resultados avalan la continuidad de otras investigaciones en la búsqueda
de compuestos en las hojas secas de M. oleifera que presentan actividad antimicrobiana, que
puede tener relevancia, ya que se trata de agentes antimicrobianos naturales
que constituyen un método barato y sostenible para el control de enfermedades y
para mejorar la calidad de vida.
AGRADECIMIENTOS
Se agradece la colaboración de los profesionales y
trabajadores del “Centro de Investigaciones en Plantas Proteicas y
Productos Bionaturales”, al financiamiento FONCI y al Instituto Finlay
de Vacunas para el desarrollo de esta investigación.
REFERENCIAS
Abd Rani,
N. Z., Husain, K., & Kumolosasi,
E. (2018). Moringa genus: a review of phytochemistry and pharmacology. Frontiers
in Pharmacology, 9, 108. DOI: 10.3389/fphar.2018.00108
Akinpelu, D. A.,
& Ojewole, J. A. (2001). Antimicrobial activity
of Anacardium occidentale bark. Fitoterapia, 72(3),
286-287. https://doi.org/10.1016/S0367-326X(00)00310-5
Alegbeleye, O. O.
(2018). How functional is Moringa Oleifera? A review of its nutritive,
medicinal, and socioeconomic potential. Food and Nutrition Bulletin, 39(1),
149-170. DOI: 10.1177/0379572117749814
Ali, N. A., Jülich, W. D., Kusnick, C., &
Lindequist, U. (2001). Screening of Yemeni medicinal
plants for antibacterial and cytotoxic activities. Journal of ethnopharmacology, 74(2), 173-179. DOI:10.1016/S0378-8741(00)00364-0
Arévalo-Híjar, L., Aguilar-Luis, M.
A., Caballero-García, S., Gonzáles-Soto, N., & Valle-Mendoza, D. (2018). Antibacterial
and cytotoxic effects of Moringa oleifera (Moringa) and Azadirachta
indica (Neem) methanolic extracts against strains of Enterococcus faecalis. International
journal of dentistry, 2018. https://doi.org/10.1155/2018/1071676
Benavides, J.
& Ramírez, V. (2019). Evaluación de actividad antimicrobiana de MORINGA (Moringa oleífera). https://repository.unab.edu.co/handle/20.500.12749/11864
Bukar, A., Uba,
A., & Oyeyi, T. (2010). Antimicrobial profile of
Moringa oleifera Lam. extracts against some food–borne microorganisms. Bayero Journal of Pure and Applied Sciences, 3(1).
DOI: 10.4314/bajopas.v3i1.58706
Domingo, D., & López-Brea, M.
(2003). Plantas con acción antimicrobiana. Rev
Esp Quimioterap, 16(4),
385-393. http://www.seq.es/seq/0214-3429/16/4/385.pdf
Doughari, J. H., Pukuma,
M. S., & De, N. (2007). Antibacterial effects of Balanites aegyptiaca L. Drel. and Moringa
oleifera Lam. on Salmonella typhi. African Journal of biotechnology, 6(19).
https://worldveg.tind.io/record/47604/
Franco-Ospina,
L. A., Matiz-Melo, G. E., Pajaro-Bolivar,
I. B., & Gomez-Estrada, H. A. (2013). Actividad antibacteriana in vitro de
extractos y fracciones de Physalis peruviana L. y Caesalpinia pulcherrima (L.) Swartz. Boletín Latinoamericano y del Caribe de plantas
medicinales y aromáticas, 12(3), 230-237. https://pesquisa.bvsalud.org/portal/resource/pt/lil-723569
Freshney, R. I. (1994). Measurement
of viability and cytotoxicity. Culture of animal cells, 3,
287-307.
Jumba, B. N., Anjili, C. O., Makwali, J., Ingonga, J., Nyamao, R., Marango, S., ... & Khayeka-Wandabwa,
C. (2015). Evaluation of leishmanicidal activity and cytotoxicity
of Ricinus communis and Azadirachta indica extracts
from western Kenya: in vitro and in vivo assays. BMC research notes, 8(1),
1-11. https://bmcresnotes.biomedcentral.com/articles/10.1186/s13104-015-1605-y
Jung, I. L.
(2014). Soluble extract from Moringa oleifera leaves with a new anticancer
activity. PloS one, 9(4), e95492. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0095492
Kurokawa, M., Wadhwani,
A., Kai, H., Hidaka, M., Yoshida, H., Sugita, C., ... & Hagiwara, A. (2016). Activation
of cellular immunity in herpes simplex virus type 1‐infected mice by the
oral administration of aqueous extract of Moringa oleifera Lam. leaves. Phytotherapy
Research, 30(5), 797-804. https://doi.org/10.1002/ptr.5580
Lipipun, V., Kurokawa, M., Suttisri, R., Taweechotipatr, P., Pramyothin,
P., Hattori, M., & Shiraki, K. (2003). Efficacy
of Thai medicinal plant extracts against herpes simplex virus type 1 infection
in vitro and in vivo. Antiviral research, 60(3), 175-180. https://doi.org/10.1016/S0166-3542(03)00152-9
Manikandan,
P., Gnanasekaran, A., Julikarthika,
P., & Prasanth, D. A. (2016). Antibacterial efficacy of Moringa oleifera
leaf against medically important clinical pathogens. International Journal
of Current Microbiology and Applied Sciences, 5(4), 109-116. https://www.ijcmas.com/abstractview.php?ID=308&vol=5-4-2016&SNo=15
Martini, N., & Eloff, J. N. (1998). The preliminary isolation of several
antibacterial compounds from Combretum erythrophyllum (Combretaceae).
Journal of Ethnopharmacology, 62(3), 255-263. https://doi.org/10.1016/S0378-8741(98)00067-1
Mattar Ph, S.
(2019). Las
zoonosis reemergentes bajo el enfoque de “Una salud”. Revista MVZ Córdoba,
24(3), 7280-7284. https://doi.org/10.21897/rmvz.1777
Miranda, M., & Cúellar, A. (2001). Farmacognosia y Química de los
Productos Naturales. Editorial Félix Varela, MES. Cap. XI. 2001.Mibikay M.
Therapeutic potential of Moringa oleifera
leaves in chronic hyperglycemia and dyslipidemia: a review. Front. Pharmacol,
3, 24. http://www.revplantasmedicinales.sld.cu/index.php/pla/rt/printerFriendly/476/202
Mosmann, T. (1983).
Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to
proliferation and cytotoxicity assays. Journal of immunological methods,
65(1-2), 55-63. https://doi.org/10.1016/0022-1759(83)90303-4
Nair, S.,
& Varalakshmi, K. N. (2011). Anticancer, cytotoxic potential of Moringa
oleifera extracts on HeLa cell line. J Nat Pharm, 2(3), 138-142. https://go.gale.com/ps/i.do?id=GALE%7CA270950085&sid=googleScholar&v=2.1&it=r&linkaccess=abs&issn=22295119&p=AONE&sw=w&userGroupName=anon%7E9fff07f1
NCCLS (Comité Nacional de Laboratorio
Clínico Estándar). (2000). Methods for dilution antimicrobial
susceptibility tests for bacteria that grow aerobically. Approved Standard
M7-A5, 13. https://clsi.org/media/1928/m07ed11_sample.pdf
Othmen, K. B., Elfalleh, W., Beltrán, J. M. G.,
Esteban, M. Á., & Haddad, M. (2020). An in vitro study of the effect of
carob (Ceratonia siliqua L.) leaf extracts on gilthead seabream (Sparus aurata L.) leucocyte activities. Antioxidant, cytotoxic and
bactericidal properties. Fish & Shellfish Immunology, 99,
35-43. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2020.02.005
Rahaman, M. H. A., Kadir, N. H. A.,
Amin, N. M., & Omar, W. B. W. (2015, November). Cytotoxicity
effect of water extracts of Moringa oleifera leaves and seeds against MCF-7
cells. In I International Symposium on Moringa 1158 (pp. 279-286). DOI: 10.17660/ActaHortic.2017.1158.31
Rahman, M.
M., Sheikh, M. M. I., Sharmin, S. A., Islam, M. S.,
Rahman, M. A., Rahman, M. M., & Alam, M. F.
(2009). Antibacterial activity of leaf juice and extracts of Moringa oleifera
Lam. against some human pathogenic bacteria. CMU J Nat Sci, 8(2),
219. https://cmuj.cmu.ac.th/uploads/journal_list_index/842304671.pdf
Reed, L. J. and Muench, H. (1938). A
simple method of estimating fifty percent endpoints. American Journal of Epidemiology, 27(3), 493-97. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.aje.a118408
Saetung, A., Itharat, A., Dechsukum, C., Wattanapiromsakul, C., Keawpradub,
N., & Ratanasuwan, P. (2005). Cytotoxic activity
of Thai medicinal plants for cancer treatment. Songklanakarin
J Sci Technol, 27(2), 469-478. http://www.sjst.psu.ac.th/journal/Thai-Herbs-pdf/02-cancer-treatment.pdf
Şahin, S., & Şamlı, R. (2013). Optimization of olive leaf
extract obtained by ultrasound-assisted extraction with response surface
methodology. Ultrasonics Sonochemistry, 20(1), 595-602. https://doi.org/10.1016/j.ultsonch.2012.07.029
Seleshe, S., &
Kang, S. N. (2019). In vitro antimicrobial activity of different solvent
extracts from Moringa stenopetala leaves. Preventive
nutrition and food science, 24(1), 70. DOI: 10.3746/pnf.2019.24.1.70
Vivian, L. A., Olga, E. A., Kethia,
G. G., Yasnay, H. R., Ernesto, A. H., Raisa, M. B.,
... &
Gretel, L. S. (2021). Determinación
de polifenoles totales, flavonoides y evaluación antimicrobiana en tres ecotipos de Moringa oleífera cultivadas en Cuba. In I Simposio de Investigaciones
sobre Plantas Medicinales. http://www.rcfa.uh.cu/index.php/RCFA/article/view/181
Wang, L.,
Chen, X., & Wu, A. (2016). Mini review on antimicrobial activity and
bioactive compounds of Moringa oleifera. Med. Chem, 6(9), 2161-0444.
DOI:10.4172/2161-0444.1000402
Contribución
de los autores
Concepción y diseño de la
investigación RMB, OFP, OEA; análisis e interpretación de
los datos: RMB, OFP, EAH, VLA, OEA, GBQ: redacción del artículo:
RMB, EAH, VLA.
Conflicto
de intereses
Los autores declaran que no existen
conflicto de intereses.
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, Odalys
Fidalgo Perera **%202022.%20Evaluación%20de%20la%20a%20ctividad%20antimicrobiana%20de%20extractos%20de%20Moringa%20Oleifera%20L%20am._archivos/image003.jpg){kind=small}
, Ernesto Almora Hernández *